¿Qué tienen en común una hoja de aguacate flotando en agua y una técnica de biología molecular utilizada en laboratorios de diagnóstico? A primera vista, parecen mundos opuestos. Sin embargo, en el laboratorio, esta combinación se ha convertido en la mejor arma para combatir a un enemigo invisible que amenaza los cultivos de aguacate.

Con más de 2.400 hectáreas cultivadas y una producción anual que ya roza las 15.000 toneladas, este fruto es una pieza clave de la agricultura en las Islas Canarias.  Pero este éxito tiene un gran enemigo: la podredumbre de raíz causada por Phytophthora cinnamomi.

Este microorganismo vive en el suelo y es capaz de debilitar progresivamente a los árboles atacando sus raíces hasta reducir su producción e incluso provocar su muerte. Su impacto es tan importante que está considerado uno de los patógenos vegetales más dañinos del mundo. Pero lo que realmente lo convierte en un problema es su capacidad para ser invisible durante las primeras fases de la infección.

Una planta joven puede estar infectada sin mostrar síntomas evidentes. Si esa planta sale de un vivero y llega a una nueva explotación agrícola, el patógeno puede introducirse en un suelo donde antes no existía. A partir de ese momento, su control se vuelve extremadamente complicado.

Atrapar un patógeno con una hoja

Detectar a este invasor en el suelo es un reto. Los métodos tradicionales suelen basarse en aislar el patógeno en medios de cultivo y esperar a que crezca para poder identificarlo mediante microscopía. Aunque es un procedimiento seguro, requiere tiempo y puede verse afectados por la presencia de otros microorganismos que también crecen en la muestra.

Para agilizar este proceso, utilicé una técnica conocida como trampeo con hojas. La idea es simple: si se inunda una muestra de suelo donde está presente Phytophthora cinnamomi, el patógeno produce unas estructuras microscópicas capaces de desplazarse a través del agua, se denominan zoosporas.

Al colocar hojas de aguacate flotando sobre esa agua, las zoosporas son atraídas hacia ellas e inician la infección. Las hojas funcionan como un cebo que ayuda a concentrar el patógeno y facilita su detección.

Lo interesante es que este proceso deja una huella visible. Con el paso de los días aparecen pequeñas manchas necróticas en las hojas, señal de que el microorganismo ha llegado hasta ellas.

Del síntoma visible al ADN

Una vez que el patógeno muerde el anzuelo, pasamos a la biología molecular mediante la qPCR. En lugar de esperar días a que el organismo crezca en una placa, esta técnica busca directamente fragmentos específicos de su ADN. Si el código genético de P. cinnamomi está en la hoja, la máquina lo detecta en pocas horas con una precisión asombrosa.

¿Qué descubrimos?

Uno de los primeros resultados del estudio fue comprobar que las distintas variedades de aguacate evaluadas funcionaban como hojas trampa. Esto significa que la técnica puede aplicarse utilizando diferentes materiales vegetales sin que ello afecte a la capacidad detección.

Además, las hojas infectadas permitieron recuperar el patógeno mediante los métodos tradicionales de cultivo, confirmando que el trampeo constituye una estrategia eficaz para localizarlo.

La parte más interesante llegó con los análisis moleculares. Al comparar distintos métodos de extracción de ADN, vimos que había diversidad en los resultados obtenidos. Mientras que algunos protocolos apenas lograban detectar al invasor en la mitad de las muestras, herramientas específicas como el kit de Qiagen demostraron una fiabilidad total, localizando al patógeno en el 100% de los casos

Durante la investigación, exploramos también una alternativa aún más rápida: realizar la qPCR directamente sobre el tejido de la hoja triturada, sin necesidad de extraer previamente el ADN. Aunque esta estrategia consiguió detectar el patógeno en numerosas muestras, todavía requiere optimización para alcanzar la fiabilidad necesaria en un laboratorio de diagnóstico rutinario.

¿Por qué importa esto al consumidor y al agricultor?

La ciencia no solo vive en los laboratorios; tiene un impacto directo en lo que compramos en el mercado. La combinación del trampeo con la qPCR permite a los viveros asegurar que sus plantas están sanas de una forma mucho más rápida que con los métodos de siempre

Proteger un aguacatero adulto empieza mucho antes de plantarlo. A veces, la diferencia entre una cosecha próspera y un campo perdido comienza con algo tan sencillo, y a la vez tan avanzado, como una hoja flotando en el agua.

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La comunicación química que permite a una planta resistir a una de las plagas más dañinas de la agricultura

Cuando un herbívoro ataca a un animal, este puede huir, esconderse o defenderse físicamente. Una planta no dispone de ninguna de esas opciones: permanece anclada al suelo mientras la plaga se alimenta de ella. Y, sin embargo, las plantas están lejos de ser víctimas pasivas. A lo largo de la evolución han desarrollado un sofisticado sistema de defensa basado en señales químicas, capaz de detectar al agresor y activar una respuesta en cuestión de minutos. Entender cómo funciona ese sistema ha sido el objetivo de mi Trabajo de Fin de Grado.

¿En qué consiste la investigación?

Mi trabajo se ha centrado en cómo se defiende una planta frente a la araña roja (Tetranychus urticae), un ácaro diminuto que perfora las células de las hojas para alimentarse y que figura entre las plagas más problemáticas de la agricultura mundial. En concreto, he estudiado el papel de dos hormonas vegetales: el ácido jasmónico y el ácido abscísico. Conviene precisar que el término «hormona» no tiene aquí ninguna relación con las hormonas animales: se trata de moléculas señalizadoras con las que la planta coordina sus respuestas. El ácido jasmónico es la principal señal de alarma frente a los herbívoros, mientras que el abscísico regula sobre todo la respuesta a la sequía y a otros estreses. La pregunta de fondo era hasta qué punto ambas rutas cooperan cuando la planta se enfrenta a la plaga.

Dos hembras de araña roja alimentándose sobre una hoja. Cada una mide menos de medio milímetro.

¿Qué técnicas he utilizado?

El modelo de estudio no fue un cultivo agrícola, sino Arabidopsis thaliana, una pequeña planta que desempeña en biología vegetal un papel comparable al del ratón en biomedicina: ciclo de vida corto, genoma completamente secuenciado y una amplia colección de líneas mutantes disponibles. Esos mutantes son la herramienta clave, ya que en cada uno se ha inactivado una pieza concreta de la ruta hormonal; al comparar su comportamiento con el de una planta normal, puede deducirse la función de esa pieza.

El primer paso fue de carácter genético: extraer el ADN de las plantas, amplificarlo mediante PCR y secuenciarlo para confirmar qué mutación portaba cada línea. Una vez seleccionadas las plantas adecuadas, realicé el bioensayo: infestar cada planta con quince hembras de araña roja y, transcurridos cinco días, escanear las hojas y cuantificar el área dañada con un programa de análisis de imagen basado en aprendizaje automático. De este modo obtuve una medida objetiva y comparable del daño en cada genotipo.

Así se mide el daño: la foto de la planta (a) se procesa con un programa de inteligencia artificial que separa la hoja sana (b, c) de las zonas mordidas (d).

¿Qué resultados he obtenido?

Los resultados fueron nítidos. Las plantas con la ruta del ácido jasmónico completamente inactivada sufrieron más de cinco veces el daño de una planta normal: privadas de esa señal de alarma, apenas logran montar defensa alguna. Cuando la ruta solo estaba parcialmente afectada, el daño aumentaba de forma más moderada. Existe, por tanto, una relación directa entre el grado de deterioro de la señal y la vulnerabilidad de la planta.

El dato más relevante apareció al inactivar de manera simultánea las dos rutas hormonales: esas plantas resultaron más susceptibles que las que solo tenían afectada una. Es un indicio de que el ácido jasmónico y el ácido abscísico no operan de forma aislada, sino que se coordinan para reforzar la defensa. No todos los genotipos se comportaron según lo previsto —algunos ofrecieron resultados anómalos que deberán confirmarse con nuevos ensayos—, un recordatorio de que las rutas de señalización vegetal son complejas y de que un único experimento rara vez cierra una pregunta.

Daño en las hojas según cuánto se ha estropeado el sistema de defensa de la planta, comparado con una planta normal

¿Qué utilidad tiene?

El interés de esta línea de trabajo trasciende lo académico. Las plagas ocasionan pérdidas considerables en las cosechas, y la respuesta habitual ha sido el empleo de plaguicidas, con los inconvenientes conocidos: impacto ambiental, efectos sobre organismos beneficiosos y aparición de resistencias. Conocer en detalle los mecanismos de defensa naturales de las plantas abre una alternativa complementaria: desarrollar variedades capaces de defenderse mejor por sí mismas, ya sea mediante mejora genética clásica o biotecnología. En un contexto de demanda creciente de alimentos y de un clima que favorece a numerosas plagas, comprender el lenguaje químico de las plantas constituye un paso necesario hacia una agricultura más sostenible.

Las plantas llevan millones de años perfeccionando estas defensas. Descifrar cómo funcionan no solo satisface la curiosidad científica: puede ayudarnos a producir alimentos de forma más eficiente y respetuosa con el entorno.

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Aunque dos plantas de tomate puedan parecer exactamente iguales a simple vista, su ADN puede contar una historia completamente diferente. Durante mi Trabajo Final de Grado trabajé precisamente en eso: en mirar más allá de la apariencia de las plantas y comprobar, a nivel molecular, cuáles habían sido realmente editadas mediante la tecnología CRISPR-Cas9.

CRISPR-Cas9 es una herramienta de edición genética que permite hacer cambios muy concretos en el ADN. Muchas veces se explica como unas “tijeras moleculares”, porque la proteína Cas9 puede cortar el ADN en una región específica. Después, la propia célula intenta reparar ese corte y, durante ese proceso, pueden aparecer pequeñas modificaciones. A veces se pierde una letra del ADN, a veces se añade otra, y otras veces el cambio puede ser suficiente para alterar el funcionamiento de un gen.

En mi caso, el objetivo principal no era generar las plantas editadas desde cero, sino comprobar cuáles de ellas habían sido modificadas correctamente. A esto se le llama genotipado. Dicho de forma sencilla, el genotipado consiste en analizar el ADN de cada planta para saber si la edición genética ha ocurrido o no. Es un paso fundamental, porque una planta puede haber pasado por todo el proceso experimental y, aun así, no estar editada en la región que nos interesa.

Una forma fácil de entenderlo sería imaginar el genoma como un libro enorme, escrito con millones de letras. CRISPR-Cas9 intenta cambiar una palabra concreta dentro de ese libro. Mi trabajo consistía en ir a esa página exacta y comprobar qué había pasado: si la palabra seguía igual, si se había eliminado alguna letra, si se había añadido otra o si se había producido una modificación más clara. Sin esa comprobación, no podríamos saber qué plantas son realmente útiles para continuar investigando.

Para llevar a cabo este trabajo utilicé varias técnicas de biología molecular. El primer paso era extraer ADN de las plantas de tomate. Ese ADN es como el “manual de instrucciones” de la planta, donde está toda su información genética. Después, mediante una técnica llamada PCR, amplificábamos la región concreta del gen que queríamos estudiar. La PCR permite hacer muchas copias de una zona específica del ADN, de manera que podamos analizarla mejor.

Una vez obtenidos esos fragmentos de ADN, se comprobaban mediante electroforesis en gel. Esta técnica permite visualizar el ADN en forma de bandas. Aunque el gel no nos dice exactamente la secuencia, sí nos permite saber si la PCR ha funcionado y si hemos amplificado un fragmento del tamaño esperado. A partir de ahí, el siguiente paso era analizar la secuencia de ese fragmento para ver si en la zona diana de CRISPR-Cas9 había aparecido alguna mutación.

Gracias a este análisis, se podían clasificar las plantas según su genotipo. Algunas no presentaban ninguna modificación detectable, por lo que se consideraban no editadas. Otras sí mostraban cambios en la región analizada, como pequeñas inserciones o deleciones de nucleótidos, que son las “letras” que forman el ADN. Estas pequeñas mutaciones pueden parecer mínimas, pero en biología molecular un cambio muy pequeño puede tener consecuencias importantes sobre la función de un gen.

Los resultados del trabajo permitieron diferenciar las plantas editadas de las no editadas y seleccionar aquellas líneas que podían ser más interesantes para estudios posteriores. Esto es importante porque, en edición genética, no basta con obtener plantas que hayan sobrevivido al proceso o que crezcan aparentemente normales. Es necesario confirmar molecularmente qué ha ocurrido en su ADN. El genotipado es ese paso que nos permite pasar de “creemos que esta planta puede estar editada” a “sabemos qué cambio tiene esta planta”.

La utilidad de este tipo de trabajo va más allá de una simple comprobación técnica. El tomate es un cultivo de gran importancia agrícola, pero también es una especie muy utilizada en investigación vegetal. Editar genes concretos permite estudiar qué función tienen y cómo influyen en características importantes, como el desarrollo de la planta, la resistencia a enfermedades, la tolerancia al estrés o la calidad del fruto. En un contexto donde la agricultura se enfrenta a sequías, temperaturas extremas y nuevas enfermedades, herramientas como CRISPR-Cas9 pueden ser muy valiosas para entender mejor las plantas y desarrollar variedades más adaptadas.

A nivel personal, este TFG me permitió ver de cerca cómo la biotecnología vegetal combina técnicas muy precisas con una parte importante de interpretación. CRISPR-Cas9 es una herramienta muy potente, pero no funciona como un botón mágico. Cada planta debe analizarse de forma individual, porque cada una puede tener una historia genética distinta. Ahí es donde el genotipado se vuelve imprescindible.

En resumen, mi trabajo se centró en analizar plantas de tomate editadas mediante CRISPR-Cas9 para comprobar cuáles presentaban realmente modificaciones en el ADN. Para ello utilicé técnicas como extracción de ADN, PCR, electroforesis y análisis de secuencias. Los resultados permitieron identificar plantas editadas, diferenciarlas de las no editadas y seleccionar las más útiles para continuar investigando. Aunque pueda parecer una parte muy técnica, el genotipado es una pieza clave en cualquier proyecto de edición genética: es la forma de confirmar que el cambio buscado ha ocurrido y de convertir una planta aparentemente normal en una herramienta real para la investigación y la mejora vegetal.

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Cuando las plantas son atacadas por un patógeno (bacteria, virus, hongo…) producen compuestos que se transportan por el aire y llegan a las plantas vecinas. Al recibir estas señales, el resto de plantas activarán sus defensas antes de ser infectadas, consiguiendo así protegerse del patógeno mucho antes de que llegue.

Una de estas sustancias que producen se llama etileno, el problema es que este gas es invisible, por lo que es difícil saber a tiempo real cuándo y dónde se está acumulando. En mi trabajo de fin de grado (TFG) me dediqué a diseñar un biosensor de etileno, es decir, un dispositivo (en mi caso una bacteria modificada) que al detectar etileno, produce una fluorescencia de color verde. De esta forma, cuando la planta intenta defenderse de la bacteria, produciría el etileno para avisar al resto de plantas, y la bacteria generaría un color verde antes de que aparezcan los síntomas de la enfermedad en las hojas.

Para conseguir esto usé una disciplina llamada biología sintética. Imagina que el ADN son piezas de Lego: vas cogiendo partes del genoma de diferentes especies, siendo cada parte una pieza Lego, y las juntas hasta conseguir una construcción completa. En este biosensor, tomé unos genes de una bacteria del suelo capaz de detectar compuestos derivados del etileno y lo uní a un gen de medusa que fabrica la famosa GFP (Proteína Fluorescente Verde). Ensamblé todo el circuito dentro de una bacteria común (Escherichia coli). La idea era que, al detectar el gas, el interruptor se encendiera y la bacteria brillara con luz verde.

Aunque a simple vista diseñar una bacteria fluorescente pueda parecer de poca utilidad, la realidad es que tiene varias aplicaciones muy importantes para el día a día:

• Hoy en día, cuando el agricultor se da cuenta de una infección, suele ser demasiado tarde y ya se ha propagado, obligándole a usar toneladas de pesticidas químicos por todo el cultivo para intentar salvar algo. Al meter nuestro biosensor en las bacterias del tomate, el campo nos avisará con luz mucho antes de que la planta muestre síntomas visuales. Sabremos exactamente qué planta está sufriendo y dónde, permitiendo actuar de forma quirúrgica, reduciendo drásticamente el uso de químicos innecesarios y salvando cosechas enteras de forma ecológica.

• El etileno tiene un hermano químico tóxico y carcinógeno llamado óxido de etileno. Este compuesto es un gas industrial tan potente que se usa para desinfectar instrumental médico, pero tiene un lado oscuro: es altamente tóxico, mutagénico y carcinógeno, por lo que la Unión Europea prohíbe estrictamente que queden rastros de él en los alimentos. El problema es que, a veces, algunos aditivos, semillas o especias importadas de otros países llegan contaminadas. Actualmente, detectarlo requiere enviar muestras a laboratorios enormes con máquinas carísimas. Nuestro biosensor propone cambiar las reglas del juego: una prueba rápida, barata y que se puede hacer en el propio control de aduanas o almacén. Si la muestra brilla, sabremos al instante que ese alimento no es seguro para el consumo humano.

Y tú, ¿te habías imaginado alguna vez que el futuro de nuestra alimentación dependería de enseñarle a las bacterias a ‘chivarse’ con luz verde?

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Las manzanas son un cultivo protagonista en el paisaje y en la economía de las comarcas de Girona. Representan el 36% de la producción total de Cataluña y el 20% de toda España de las variedades tan conocidas como Golden, Pink Lady o Gala.  Sin embargo, desde septiembre de 2020, los agricultores se enfrentan a una nueva amenaza que pone en peligro el sector. Se trata de una enfermedad causada por un hongo (Colletotrichum chrysophilum) llamada Glomerella leaf spot (GLS).

Aunque su nombre es complicado, los efectos que dejan son fáciles de ver, provoca manchas en hojas y frutos e incluso puede provocar la caída de hasta el 90% de las hojas de los árboles, lo que se traduce en una pérdida de la producción.

En mi Trabajo de Fin de Grado me convertí en una especie de detective molecular. Mi objetivo era entender cómo se propaga el hongo en nuestra región y así poder detener su acción.

Para entenderlo, el primer paso es identificar las protagonistas de esta historia: las esporas. Las esporas son como las semillas de los hongos. Son pequeñas por lo que no se pueden ver a simple vista, estas viajan a través de la lluvia y cuando se establecen en un lugar adecuado pueden generar un nuevo hongo, de esta manera se extiende la enfermedad.

Para capturar las esporas se usaron las trampas de esporas. Son recipientes de plástico que recogen el agua de la lluvia, pero se utilizaron dos estrategias distintas, con distintas finalidades:

1. Captura artificial: en la parte superior de las trampas se colocaron, sujetas mediante una rejilla, hojas, frutos y ramas secas procedentes de manzanos con antecedentes de la enfermedad. El objetivo era determinar qué parte del árbol contenía un mayor número de esporas.
2. Captura natural: en las trampas no se depositó ningún material vegetal infectado. El objetivo era observar cómo se dispersaban las esporas de forma natural y evaluar el efecto de distintos tratamientos.

El campo experimental, situado en Ullà (Baix Empordà), se dividió en cuatro zonas, donde se aplicaron diferentes estrategias en el suelo para combatir el hongo:

• Control (no se aplicó ningún tratamiento)
• Polisulfuro de calcio
• Hidróxido de cobre
• Bacillus

Después de cada periodo de lluvias durante los meses de abril, mayo y junio del 2025, se recogía el agua acumulada en las trampas, que resbala por los árboles y el material vegetal, atrapando así las posibles esporas del hongo.

Una vez recogidas las muestras, llegó el momento de la biotecnología. Para ello usamos una técnica llamada PCR cuantitativa (qPCR). El funcionamiento es sencillo, permite identificar y cuantificar el ADN del hongo. Gracias a esta técnica podemos detectar la enfermedad antes de que aparezcan los primeros síntomas.

Antes de empezar los análisis fue necesario un trabajo previo para validar y optimizar el método. Se probaron distintas formas de extraer ADN y distintos marcadores genéticos, para detectar de manera específica nuestro hongo. No fue una tarea fácil, ya que se trabajó en un laboratorio pequeño y con recursos limitados, pero la combinación de ingenio, paciencia y muchas pruebas permitió desarrollar un protocolo eficaz.

Los resultados obtenidos fueron muy interesantes. En primer lugar, se observó que las manzanas secas o momificadas que quedan en el árbol o en el suelo después de la cosecha son uno de los principales escondites del hongo, por lo que el fruto es una fuente importante de nuevas infecciones.

También se determinó que el periodo de mayor riesgo se encuentra entre finales de abril y el mes de mayo, coincidiendo con los periodos de lluvia más intensos, ya que la lluvia favorece la liberación y dispersión de las esporas.

Por otro lado, algunos tratamientos aplicados en el suelo, como el polisulfuro de calcio o el hidróxido de cobre, redujeron de forma muy importante la liberación de esporas. Esto demuestra que una buena limpieza de la finca y la aplicación de tratamientos adecuados pueden ayudar a controlar la enfermedad.

Esta investigación no solo puede ayudar a los agricultores a reducir pérdidas económicas. También contribuye a una agricultura más sostenible, ya que permite utilizar los tratamientos fitosanitarios de forma más precisa, reduciendo el impacto ambiental y garantizando una producción de manzanas de alta calidad.

En definitiva, el Caso Glomerella demuestra cómo la biotecnología puede convertirse en una gran aliada para proteger la agricultura de Girona. Aun así, todavía quedan muchas preguntas por responder y mucho por descubrir sobre este nuevo invasor.

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En las noticias, la ciencia siempre suena así: «investigadores de la universidad han encontrado un gen relacionado con la mejoría en pacientes con Alzheimer» o «descubren una bacteria en plantas capaz de degradar plásticos». Titulares limpios, con resultados contundentes y una línea de meta clara. Fueron precisamente titulares como estos los que me empujaron a querer ser la investigadora detrás de un descubrimiento así, aunque lo que nadie cuenta es todo lo que se esconde detrás, los meses de fracasos que hacen posible, algún día, ese titular.

Durante mi Trabajo de Fin de Grado en la Universidad de Gdańsk descubrí mi pasión por la biotecnología verde, y fue precisamente gracias a todos esos fracasos.

Mi proyecto se centró en Pseudomonas donghuensis P482, una bacteria aislada originalmente de la rizosfera del tomate en Polonia que tiene una capacidad muy llamativa: es capaz de inhibir el crecimiento de varios patógenos importantes de plantas, como Pseudomonas syringae o distintas especies de Dickeya causantes de podredumbre blanda. Es, en potencia, una aliada natural para proteger cultivos sin necesidad de químicos.

Pero para poder aprovechar ese potencial como agente de biocontrol primero hay que entender cómo y cuándo la bacteria decide activar sus defensas, formar biofilm o colonizar raíces, y ahí entra un protagonista invisible: el c-di-GMP, una molécula que funciona como un interruptor interno de la bacteria. Cuando sus niveles suben, la bacteria tiende a quedarse quieta y a formar biofilm, comunidades protegidas y adheridas a superficies, mientras que cuando bajan se vuelve móvil y exploradora. Mi trabajo consistió en estudiar una serie de mutantes de P482, cada uno con un gen relacionado con este sistema desactivado, para ver qué papel jugaba cada gen en el comportamiento de la bacteria.

Algunos resultados fueron muy claros. Uno de los mutantes, al que llamamos P482KN_A, producía hasta tres veces más biofilm que la cepa silvestre cuando crecía con citrato como única fuente de carbono, pero al mismo tiempo había perdido por completo la capacidad de moverse, y en el ensayo de motilidad esta cepa se quedaba fija en el punto de inoculación, sin avanzar ni un milímetro. Esto encaja bastante bien con la lógica del c-di-GMP, ya que el gen alterado en ese mutante parece frenar de forma natural la formación de biofilm para permitir que la bacteria siga siendo móvil, así que al eliminarlo la balanza se inclina hacia el biofilm y la bacteria termina perdiendo la capacidad de desplazarse.

También confirmamos algo que otros estudios ya apuntaban, y es que la fuente de carbono importa, y mucho. Tanto la cepa silvestre como los mutantes mostraron más actividad antibacteriana cuando crecían en un medio mínimo con citrato que cuando crecían en un medio rico, lo que sugiere que las condiciones pobres en nutrientes, más parecidas a las del suelo real, activan mecanismos de defensa que en el laboratorio, con medios ricos, pasan desapercibidos.

Pero no todo salió según lo esperado, y cuando llevamos estos mismos experimentos a la planta, algo empezó a fallar. Los ensayos de colonización de raíz mostraron una variabilidad enorme: la cepa silvestre, que en estudios previos colonizaba las raíces sin ningún problema, unas semanas aparecía en cantidades altas y otras simplemente no lográbamos recuperar ni una sola colonia. Las plantas tampoco terminaban de crecer, ni en los controles ni en los tratamientos había diferencias claras, y después de un mes de cultivo los tomates apenas se habían desarrollado.

Recuerdo mirar esas plantas con mi tutora, semana tras semana, sin entender qué estaba pasando, mientras ella, con más experiencia, solía repetirme una frase que a ella la tranquilizaba y a mí me obsesionaba: «don’t worry, plants are so tricky». Lo que para ella era casi una fatalidad asumida, para mí era un misterio que necesitaba resolver, y así pasaron casi seis meses repitiendo experimentos, ajustando protocolos y descartando hipótesis una por una, hasta que al final encontramos al culpable: la grava que usábamos como sustrato para germinar las semillas. Un material que llevaba años funcionando sin problema en el laboratorio de microbiología estaba, sin que nadie lo supiera, afectando el crecimiento de las plantas, y bastó una charla con otro grupo de investigación, esta vez de fisiología vegetal, para que alguien nos hiciera la pregunta que nadie del lado microbiológico se había planteado.

Entender cómo el c-di-GMP regula el equilibrio entre movilidad, biofilm y actividad antimicrobiana en P482 es un paso necesario para poder utilizar esta bacteria de forma fiable como biocontrol agrícola, es decir, como una alternativa más sostenible a los pesticidas químicos para proteger cultivos como el tomate. Pero más allá del resultado científico concreto, este proyecto me enseñó algo que ningún artículo publicado suele contar, y es que la ciencia avanza en fracasos casi tanto como en éxitos. Publicamos con orgullo nuestros mejores resultados, pero casi nunca compartimos los meses perdidos en un sustrato equivocado, o en un protocolo que nadie pensó en cuestionar.

Si además de los artículos con los grandes titulares empezáramos a compartir también nuestros tropiezos, quizás dejaríamos de repetir los mismos errores en distintos laboratorios del mundo, y solo así, compartiendo también lo que no funciona, podremos llegar más rápido a esos titulares que un día nos hicieron soñar con ser científicos.

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¿Sabías que, bajo tus pies, en la tierra, viven bacterias capaces de fabricar sus propias armas para defender su territorio? Una de ellas es Streptomyces, un género de bacterias capaz de formar unos hilillos ramificados que le hacen parecer un hongo diminuto. Estas bacterias llevan décadas siendo la base de antibióticos como la estreptomicina, pero además de curar personas, algunas cepas son capaces de proteger cultivos. Y con una de ellas trabajé durante mi Trabajo Final de Máster.

La cepa con la que trabajo tiene un talento muy concreto: es capaz de combatir dos enfermedades que arruinan cosechas enteras. Una es la mancha bacteriana de los frutales de hueso, que ataca a melocotoneros y almendros y está causada por la bacteria Xanthomonas arboricola pv. pruni. La otra es la mancha bacteriana del tomate, obra de la bacteria Pseudomonas syringae pv. tomato. Ambas dejan frutos manchados, hojas caídas y pérdidas económicas serias para el agricultor, y ambas se combaten hoy sobre todo con productos químicos, cada vez más cuestionados por la legislación europea y por los propios consumidores. Mi objetivo en este trabajo fue allanar el camino para que, algún día, esta bacteria se convierta en un bioplaguicida real: un producto capaz de sustituir, al menos en parte, a esos químicos tradicionales.

Para llegar ahí primero hubo que resolver un problema muy práctico: conseguir que la bacteria creciera rápido, de forma predecible y en cantidad suficiente como para fabricar el producto a escala industrial. Mi trabajo, en el fondo, fue similar al de un cocinero que prueba recetas hasta dar con la perfecta. Cultivé la bacteria en distintos medios de cultivo líquidos (similar a un caldo) y sólidos (similares a una gelatina), con ingredientes muy variados como harina de avena o tomate concentrado, para ver en cuál crecía mejor y, sobre todo, en cuál era capaz de formar esporas, una especie de semillas de resistencia que le permiten sobrevivir y multiplicarse en el tiempo.

Para comprobar cómo evolucionaba en cada receta, recurrí al microscopio óptico y al microscopio confocal, que me permitió teñir el cultivo de colores y distinguir a simple vista qué partes estaban vivas y cuáles muertas. Tras meses de probar recetas, encontré la ganadora: un medio sólido que hizo crecer a la bacteria más rápido, de forma más reproducible (siempre igual) y con mayor producción de esporas que el resto de opciones. En cultivo líquido la historia fue distinta: la bacteria se resistía a producir esporas, por lo que lo único que logramos fue mantenerla estable en el tiempo.

También probé a añadir al cultivo líquido distintas micropartículas, como talco, óxido de aluminio, tierra de diatomeas o celulosa, por si le daban a la bacteria una superficie donde agarrarse y esporular mejor, algo parecido a ofrecerle un andamio. Las micropartículas, en cambio, no cumplieron su promesa: ni aumentaron el crecimiento de la bacteria ni mejoraron de forma relevante su capacidad antimicrobiana, así que las descarté.

Para saber si las armas producidas por esta bacteria eran realmente capaces de matar a las bacterias enemigas, hice ensayos en los que medí en tiempo real cómo crecían (o dejaban de crecer) las bacterias patógenas cuando se les añadían estas sustancias. Los resultados obtenidos fueron extraordinariamente eficaces, llegando a inhibir hasta un 90% el crecimiento de las dos bacterias enemigas de los cultivos.

Con esa receta ya afinada, di el último paso: escalé el proceso a un volumen mayor, simulando lo que ocurriría en una producción real: las tres pruebas realizadas consiguieron aumentar la concentración de la bacteria manteniendo esa eficacia del 90% frente a ambos patógenos.

¿Y para qué sirve todo esto? La Unión Europea empuja cada vez con más fuerza a reducir el uso de plaguicidas químicos, a través de normativas como el Pacto Verde Europeo, y tanto agricultores como consumidores buscan alternativas que no dejen residuos tóxicos ni dañen el suelo o el agua. Los bioplaguicidas basados en microorganismos como Streptomyces son una de las apuestas más firmes para lograrlo: actúan de forma específica contra el patógeno que combaten, se degradan de forma natural y no suponen ningún riesgo para quien los manipula. Mi trabajo aporta precisamente eso, la receta y el proceso optimizado para producir esta bacteria de forma reproducible y a mayor escala, sentando así las bases para que, en el futuro, pueda convertirse en un producto comercial real que proteja cultivos sin recurrir a la química tradicional. Queda camino por recorrer, pero los resultados obtenidos son un paso sólido hacia una agricultura un poco más limpia y sostenible.

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Cuando pensamos en el cambio climático solemos imaginar olas de calor, sequías o incendios. Sin embargo, hay unos seres vivos que no pueden buscar sombra ni desplazarse cuando hace demasiado calor: las plantas. Ellas permanecen toda su vida en el mismo lugar y, para sobrevivir, han desarrollado mecanismos muy sofisticados que les permiten adaptarse a los cambios de temperatura.

Precisamente en eso consiste mi trabajo. Mi investigación se centra en comprender cómo las plantas detectan un aumento moderado de la temperatura y cómo modifican su crecimiento para adaptarse a estas nuevas condiciones. Para ello utilizo como modelo de estudio Arabidopsis thaliana, una pequeña planta que, aunque a simple vista parezca una mala hierba, es una de las especies más importantes en investigación vegetal porque comparte muchos procesos biológicos con cultivos de interés agrícola.

Uno de los fenómenos que estudiamos recibe el nombre de termomorfogénesis, que es el conjunto de cambios que experimentan las plantas cuando la temperatura aumenta, pero todavía no alcanza niveles que resulten dañinos. Por ejemplo, las plantas pueden alargar sus tallos y sus raíces o adelantar la floración para adaptarse mejor al calor. Aunque estos cambios ya se conocen, todavía quedan muchas preguntas por responder, especialmente sobre lo que ocurre en las raíces, una parte de la planta mucho menos estudiada que las hojas o los tallos.

Para investigar este proceso trabajo con plantas que presentan pequeñas modificaciones en determinados genes. Estos genes producen proteínas llamadas factores de transcripción, que actúan como si fueran interruptores capaces de activar o desactivar otros genes. Mi objetivo es averiguar cuáles de esos «interruptores» participan en la respuesta de las plantas al aumento de la temperatura y si algunos actúan específicamente en las raíces.

Para conseguirlo utilizo diferentes técnicas de laboratorio. En primer lugar, cultivo las plantas en condiciones completamente controladas, manteniéndolas a dos temperaturas distintas: una considerada normal para su crecimiento (22°C) y otra ligeramente superior (28°C), suficiente para activar la termomorfogénesis. De este modo puedo comparar cómo responden las plantas en ambos ambientes.

Posteriormente analizo numerosas características de su desarrollo. Mido la longitud de las raíces, cuento el número de raíces secundarias, observo el tamaño de una región muy importante situada en la punta de la raíz donde se generan nuevas células, denominada meristemo apical de la raíz (RAM), y también evalúo el crecimiento de la parte aérea, el tamaño de las hojas, la longitud del tallo o el momento en el que la planta comienza a florecer.

Para realizar estas mediciones empleo herramientas como la microscopía confocal, que permite observar estructuras microscópicas con gran detalle, programas de análisis de imágenes como ImageJ y diferentes análisis estadísticos que me ayudan a comprobar si las diferencias observadas son realmente significativas o simplemente fruto del azar.

Tras analizar cientos de plantas han comenzado a aparecer resultados muy interesantes. Uno de los hallazgos más relevantes es que un factor de transcripción llamado MYBS1 parece desempeñar un papel muy importante en el desarrollo de las raíces cuando aumenta la temperatura. Las plantas que carecen de este gen desarrollan raíces principales más largas y un mayor número de raíces secundarias, lo que sugiere que MYBS1 podría actuar como un regulador que limita el crecimiento radicular en estas condiciones.

Además, otros dos factores de transcripción, denominados GBF3 y PIF7, parecen participar en el control del tamaño del meristemo de la raíz, una zona esencial para el crecimiento de este órgano. Estos resultados indican que la respuesta al calor no es igual en toda la planta y que raíces y parte aérea pueden utilizar mecanismos diferentes para adaptarse al mismo cambio ambiental.

Aunque estos resultados todavía son preliminares y será necesario seguir investigando para confirmarlos, representan un paso importante para comprender cómo las plantas responden al aumento de las temperaturas.

Pero, ¿por qué es útil todo esto?

Conocer cómo funcionan estos mecanismos puede ayudarnos en el futuro a desarrollar cultivos más resistentes al cambio climático. Si sabemos qué genes permiten que una planta se adapte mejor al calor o desarrolle un sistema radicular más eficiente, podremos utilizarlos para mejorar especies agrícolas de interés como el tomate, el trigo, el arroz o el maíz.

Un sistema radicular más desarrollado permite a las plantas absorber mejor el agua y los nutrientes del suelo, algo especialmente importante en escenarios donde las altas temperaturas y la escasez de agua serán cada vez más frecuentes. Esto podría contribuir a mantener la producción agrícola y reforzar la seguridad alimentaria en un contexto de cambio climático.

La investigación científica rara vez ofrece soluciones inmediatas. La mayor parte del tiempo consiste en responder pequeñas preguntas que, poco a poco, van construyendo un conocimiento mucho mayor. Mi trabajo forma parte de ese proceso: entender cómo una pequeña planta responde al calor para que, en el futuro, ese conocimiento pueda aplicarse al desarrollo de cultivos más preparados para afrontar los desafíos ambientales que nos esperan.

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Suena ridículo. Al fin y al cabo, cuando pensamos en las tecnologías que cambiarán el mundo imaginamos inteligencia artificial, reactores de fusión o laboratorios de última generación, no un insecto que apenas mide unos centímetros. Sin embargo, mientras nosotros seguimos buscando cómo reciclar mejor nuestros residuos, producir proteínas sin destruir el planeta o descubrir nuevos antibióticos capaces de vencer a bacterias resistentes, existe un animal que lleva millones de años haciendo las tres cosas al mismo tiempo.

Pesa menos que un clip. La mayoría de nosotros jamás le dedicaríamos una segunda mirada. De hecho, probablemente intentaríamos espantarlo. Sin embargo, cada vez más científicos están convencidos de que la mosca soldado negra(Hermetia illucens) podría convertirse en una de las especies más importantes para construir un futuro más sostenible. ¿La razón? Parece haber encontrado soluciones que nuestra tecnología todavía intenta copiar.

Cada año la humanidad genera más de 2.000 millones de toneladas de residuos sólidos, una cifra que podría aumentar hasta los 3.800 millones en 2050. Gran parte de ellos son residuos orgánicos que terminan desaprovechándose. La larva de esta mosca hace justo lo contrario: transforma restos de comida, frutas en descomposición o subproductos agrícolas en proteínas de alta calidad, grasas con potencial para fabricar biocombustibles, fertilizantes naturales y biomateriales de enorme valor. Lo que para nosotros es basura, para ella es materia prima. Es como si una planta de reciclaje, una fábrica de alimentos y una biorrefinería funcionaran al mismo tiempo dentro de un organismo de apenas unos gramos.

Pero esa no es la parte más sorprendente.

Hay un problema que parece imposible de resolver. Imagina que tienes que construir un edificio cada vez más grande, pero sin abandonar el antiguo. No puedes detener la actividad, ni derribarlo por completo antes de empezar el siguiente. Tendrías que desmontar unas partes mientras construyes otras nuevas, reutilizando los materiales para no desperdiciar nada. Cualquier ingeniero diría que es una pesadilla.

La mosca soldado negra hace algo muy parecido varias veces a lo largo de su vida.

Como todos los insectos, está protegida por un exoesqueleto formado por quitina, un material tan resistente que también constituye el caparazón de cangrejos o gambas. El problema es que esa «armadura» no crece. Cada vez que la larva aumenta de tamaño debe romperla y fabricar otra completamente nueva. Y aquí es donde la biología demuestra una precisión extraordinaria: mientras unos genes ordenan construir una nueva cubierta, otros activan enzimas que desmontan cuidadosamente la anterior para reciclar sus componentes. La naturaleza lleva cientos de millones de años practicando una economía circular casi perfecta, mucho antes de que nosotros convirtiéramos ese concepto en un objetivo de futuro.

Pero… ¿cómo sabe la mosca exactamente cuándo construir, cuándo desmontar y cuándo volver a empezar?

Esa fue precisamente la pregunta que dio origen a este trabajo.

Los investigadores no se limitaron a observar el insecto. Decidieron ir hasta el nivel más profundo posible: su ADN. Porque los genes son, en esencia, el manual de instrucciones que permite construir y mantener un organismo vivo. Sin embargo, tener el manual no basta. Lo realmente importante es saber qué instrucciones se leen en cada momento. Igual que una orquesta no puede tocar toda la partitura a la vez, los genes deben activarse y apagarse con una sincronización perfecta.

Analizando la expresión de esos genes a lo largo de toda la vida de la mosca, desde el huevo hasta el adulto, el estudio descubrió que la producción de quitina está controlada por distintos genes especializados y regulada por un complejo sistema de hormonas que actúan como auténticos directores de orquesta. Cada una entra en escena en el momento justo para coordinar la construcción del nuevo exoesqueleto, el reciclaje del antiguo y la espectacular metamorfosis que transforma una larva en una mosca adulta.

Sin embargo, la historia no termina ahí.

Existe otra razón por la que este insecto ha despertado tanto interés entre los científicos. Vive rodeado de materia en descomposición, un entorno repleto de bacterias, hongos y otros microorganismos potencialmente peligrosos. En teoría, debería enfermar constantemente. Pero ocurre exactamente lo contrario.

Su sistema inmunitario produce una auténtica colección de péptidos antimicrobianos, pequeñas proteínas capaces de destruir bacterias antes de que causen una infección. Mientras la resistencia a los antibióticos provoca ya más de un millón de muertes cada año en el mundo y obliga a buscar desesperadamente nuevos tratamientos, esta mosca lleva millones de años desarrollando sus propias armas químicas para sobrevivir en uno de los ambientes más hostiles que existen. Comprender cómo regula la producción de estas moléculas podría abrir nuevas vías para el desarrollo de futuros antimicrobianos.

Incluso sus cromosomas esconden sorpresas. Al observarlos bajo el microscopio, los investigadores encontraron regiones del ADN completamente abiertas, como si un enorme libro hubiera desplegado cientos de páginas al mismo tiempo. Lejos de ser un defecto, esa imagen revela una intensa actividad genética: miles de instrucciones están siendo leídas simultáneamente para sostener el extraordinario crecimiento de la larva. Es el equivalente biológico a una fábrica funcionando las veinticuatro horas del día con todas sus líneas de producción a pleno rendimiento.

Quizá esa sea la mayor enseñanza de este trabajo. No trata únicamente de entender la biología de una mosca. Trata de comprender cómo la evolución ha sido capaz de perfeccionar durante casi 4.000 millones de años soluciones que nosotros apenas estamos empezando a imaginar. Cada gen que descubrimos es una pista sobre cómo reciclar mejor, producir materiales más sostenibles, combatir enfermedades o aprovechar los recursos de forma mucho más eficiente.

La ciencia suele buscar respuestas mirando hacia el futuro. Pero, a veces, las mejores ya estaban aquí mucho antes de que apareciéramos nosotros. Solo hacía falta detenerse a observarlas.

Y pocas veces una respuesta tan prometedora ha pasado tan desapercibida como una simple mosca que vive entre la basura.

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La evolución humana está marcada por descubrimientos que causaron un antes y un después. Uno de estos grandes inventos fue la metalurgia, de hecho, muchos periodos de tiempo como la edad de bronce o la edad de hierro reciben su nombre según los metales que éramos capaces de utilizar para crear multitud de herramientas. Nos enorgullecemos de ser los primeros seres vivos en sacar provecho de estos elementos y ser capaces de convertir “rocas” en algo útil. Sin embargo, ¿es esto realmente cierto? ¿Somos los primeros en descubrir el potencial de los metales?

Las plantas fueron uno de los primeros seres vivos en colonizar la tierra firme después de las bacterias y hongos, precediendo a los animales unos 40 millones de años. Durante este tiempo estas tuvieron que adaptarse a un ambiente completamente distinto. Una de las principales diferencias fueron los cambios en la concentración y solubilidad de elementos metálicos como el cobre, hierro, etc. De hecho, no todas las plantas evolucionaron de la misma manera, aún hoy en día una de las formas de diferenciar entre especies vegetales es según el tipo de estrategia que utilizan para tener acceso a estos metales.

Las plantas a diferencia de nosotros no pueden usar estos elementos para crear armaduras o herramientas que les sirvan para protegerse. ¿Cómo sacan provecho entonces a estos compuestos? La respuesta es más simple de lo que parece, pero no por ello menos interesante. Los metales son elementos indispensables para todos los seres vivos. Todos nosotros debemos ingerir una muy pequeña cantidad para estar sanos. No debo ser el único que ha escuchado la típica frase que dicen las abuelas: “Hijo, cómete las lentejas que tienen mucho hierro”. Sin embargo, a altas concentraciones los metales pueden volverse tóxicos. Esta misma dualidad entre toxicidad y necesidad son las estrategias que usan las plantas para defenderse frente a patógenos.

Cuando un patógeno como una bacteria penetra en una planta este debe multiplicarse para poder seguir infectando y colonizar completamente al huésped. Las plantas son capaces por un lado de privar a la bacteria de metales indispensables para su crecimiento como el hierro, moviéndolo a otras partes. Además, al mismo tiempo son capaces de acumular localmente altas concentraciones de otros metales como el zinc o el cobre que pueden dañar las paredes celulares de las bacterias. Un proceso similar en humanos es la reacción de inflamación que ocurre por ejemplo tras la picadura de un mosquito.

Más interesante todavía son las plantas hiperacumuladoras, las cuales son capaces de acumular hasta 1000 veces más elementos metálicos de lo que es habitual. Además de acumular metales más extraños como el níquel o el cadmio, los cuales de primera no realizan ninguna función en las plantas o son necesarios en cantidades ínfimas. Varios son los autores que han intentado explicar el porqué de este motivo. Las principales hipótesis se basan en intentar enlazar esta acumulación excesiva con alguna ventaja evolutiva como puede ser la defensa frente a patógenos, estreses abióticos o incluso frente a otras especies vegetales que compitan por su hábitat. Aunque la respuesta todavía se desconoce lo más probable es que todas ellas hayan jugado un papel en la selección de esta característica.

Sin lugar a duda las plantas son uno de los grandes olvidados en la ciencia, por lo que esta bien darles el reconocimiento que se les merece de vez en cuando. Y quién sabe, puede ser que dentro de unos años descubramos que no hemos sido los primeros en ir al espacio y que el resto del universo está lleno de verde y de color.

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